Россия
Россия
Россия
Россия
Россия
Россия
УДК 57.043 Физические и другие механические факторы
Современная селекция зерновых культур, таких как пшеница (Triticum aestivum L.) и ячмень (Hordeum vulgare L.), дополняется биотехнологическими методами, включая клеточную селекцию in vitro и генетическую трансформацию. Для долговременного сохранения полученных уникальных клеточных линий и минимизации генетических изменений необходимо применять метод криоконсервации, который останавливает метаболизм и исключает необходимость регулярных пассажей. Цель работы оценить эффективность применения криоконсервирующих сред (глицерин, глицерин и яблочный пектин) для сохранения каллусных клеток яровых ячменя и пшеницы при температуре -80 °С в условиях бытового электроморозильника. Использовали каллусы ячменя (четыре линии) и пшеницы (две линии), полученные из незрелых зародышей. Клетки каллуса замораживали под защитой криоконсервирующих сред в электроморозильнике -80 °C в течение 7 суток, с последующим культивированием размороженных клеток каллуса на питательной среде. Перед охлаждением и после размораживания оценивали жизнеспособность клеток каллуса при помощи витального красителя, а также способность клеток после отогрева к рекультивации. Установлено, что после воздействия отрицательной температуры при использовании криоконсервирующих растворов целостность клеточной мембраны каллусов как ячменя, так и пшеницы, независимо от генотипов, сохранялась стабильно на уровне 50 %. Таким образом, определено, что применение криоконсервирующих сред (глицерина, глицерина и яблочного пектина) при сохранении каллусных клеток яровых пшеницы и ячменя при температуре -80 °С в условиях бытового электроморозильника является успешным в отношении сохранности целостности клеточной мембраны клеток каллуса.
каллус пшеницы, каллус ячменя, яблочный пектин, глицерин, целостность клеточной мембраны, генотип, культивирование
1. Özbek, K. Advances in wheat breeding. Chapter: Wheat Genetic Resources / K. Özbek, C. N. Keskin, N. Zencirci. – Singapore: Springer, 2024. – P. 525–554.
2. Шуплецова, О. Н. Генетические источники селекции ячменя (Hordeum vulgare L.) в Волго-Вятском регионе / О. Н. Щуплецова, И. Н. Щенникова // Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. – 2019. – Т. 180, № 1. – С. 82–88. DOI: https://doi.org/10.30901/2227-8834-2019-1-82-88; EDN: https://elibrary.ru/SUMQUM
3. Волкова, Л. В. Результаты сравнительного изучения коммерческих сортов яровой мягкой пшеницы в условиях Кировской области / Л. В. Волкова // Аграрная наука Евро-Северо-Востока. – 2025. – Т. 26, № 3. – С. 536–545. DOI: https://doi.org/10.30766/2072-9081.2025.26.3.536-545; EDN: https://elibrary.ru/LFQTFQ
4. Freezing of dehydrated calli of spring wheat (Triticum aestivum L.) in liquid nitrogen and their morphogenetic potential / A. I. Solovyeva, O. N. Vysotskaya, A. S. Popov [et al.] // Biology Bulletin. – 2010. – Vol. 37, № 5. – P. 489–495. DOI: https://doi.org/10.1134/S1062359010050080; EDN: https://elibrary.ru/MXQFAN
5. A simple and efficient protocol for cryopreservation of Taxodium hybrid ‘zhongshanshan’ embryogenic callus / T. Chen, X. Jia, C. Yu [et al.] // Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC). – 2024. – Vol.156, № 44. DOI: https://doi.org/10.1007/s11240-023-02667-4
6. Tissue culture-induced heritable genomic variation in rice, and their phenotypic implications / D. Zhang , Z. Wang, N. Wang [et al.] // PLoS ONE. – 2014. – Vol. 9. – P. e96879. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0096879
7. Benson, E. E. Cryopreservation of phytodiversity: A critical appraisal of theory & practice / E. E. Benson // Critical Reviews in Plant Sciences. – 2008. – Vol. 27, № 3. – P. 141–219. DOI: https://doi.org/10.1080/07352680802202034
8. Cryopreservation of shoot apices and callus cultures of globe artichoke using vitrification method / S. A. Bekheet, V. Sota, H. M. El-Shabrawi [et al.] // Journal of Genetic Engineering and Biotechnology. – 2020. – Vol. 18. – № 1. DOI: https://doi.org/10.1186/s43141-019-0016-1
9. Hao, Y.-J. Effects of cryopreservation on developmental competency, cytological and molecular stability of citrus callus / Y.-J. Hao, C.-X. You, X.-X. Deng // Cryo-Letters. – 2002. – Vol. 23, № 1. – P. 27–35.
10. Elliott, G. D. Cryoprotectants: A review of the actions and applications of cryoprotective solutes that modulate cell recovery from ultra-low temperatures / G. D. Elliott, S. Wang, B. J. Fuller // Cryobiology. – Vol. 76. – P. 74–91. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2017.04.004
11. Murashige, T. A. Revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue culture / T.A. Murashige, F. Scoog // Physiologia Plantarum. – 1962. – Vol. 15. – P. 473–497. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x
12. Defense-related callose deposition in plants against pathogens: A review / S. R. Roohall, F. Fariba, G. V. Mozhgan [et al.] // International Journal of Biological Macromolecules. – 2025. – Vol. 320, № 4. – P. 146005. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2025.146005
13. Uemura, M. Survival of carnation (Dianthus caryophyllus L.) shoot apices frozen to the temperature of liquid nitrogen / M. Uemura, A. Sakai // Plant and Cell Physiology. – 1980. – Vol. 21. – № 1. – P. 85–94. EDN: https://elibrary.ru/IVRVPR
14. Sakai, A. Cryopreservation of nucellar cells of navel orange (Citrus sinensis var. brasilensis Tanaka) by vitrification / A. Sakai, S. Kobayashi, I. Oiyama // Plant Cell Reports. – 1990. – Vol. 9, № 3. – P. 30–33. DOI: https://doi.org/10.1007/bf00232130; EDN: https://elibrary.ru/MDRBXP
15. Panis, B. Cryopreservation of plant germplasm / B. Panis, R. Swennen, F. Engelmann // Acta Horticulturae. – 2001. – Vol. 560. – P. 79–86. DOI: https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2001.560.8
16. Direct observation of common cryoprotectant permeation into rice callus by CARS microscopy / F. M. D. Samuels, K. C. Pearce, S. Soderlund [et al.] // Cell Reports Physical Science. – 2023. – Vol. 4. – № 7. – P. 101469. DOI: https://doi.org/10.1016/j.xcrp.2023.101469; EDN: https://elibrary.ru/RNLJES
17. Apple pectin as a new component for cryopreservation of nucleated cells / M. I. Sergushkina, O. O. Zaitseva, A. N. Khudyakov [et al.] // Biopreservation and Biobanking. – 2021. – Vol. 20, № 1. – P. 84–89. DOI: https://doi.org/10.1089/bio.2021.0004
